ЗМІНИ МОРФОДЕНСИТОМЕТРИЧНИХ ПОКАЗНИКІВ ПРИШЛУНОЧКОВОГО ЯДРА ГІПОТАЛАМУСА ЩУРІВ ЗА УМОВ СТРЕСУ РІЗНОЇ ТРИВАЛОСТІ

Автор(и)

DOI:

https://doi.org/10.24061/2413-4260.XV.2.56.2025.22

Ключові слова:

пришлуночкове ядро; гіпоталамус; присередні дрібноклітинні суб’ядра; фотоперіод; тривале освітлення; постійна темрява; мелатонін; фотоперіод

Анотація

Пришлуночкові ядра гіпоталамуса відіграють важливу роль не тільки в ендокринній регуляції тропної функції аденогіпофіза, а й у реалізації нейроендокринної відповіді організму на стрес різного генезу, зокрема тривале порушення фотоперіоду. Нез’ясованими залишаються морфоденситометричні параметри присередніх дрібноклітинних суб'ядер пришлуночкових ядер гіпоталамуса щурів за різної тривалості фотоперіоду.

Мета дослідження. З’ясувати морфоденситометричні показники присередніх дрібноклітинних суб'ядер пришлуночкових ядер гіпоталамуса щурів у різні періоди доби за модифікацій фотоперіоду.

Матеріал та методи дослідження. Роботу виконано на 36 статевозрілих самцях безпородних білих щурів. Тварин поділено на три групи, кожна з яких складалася з двох підгруп (у кожній по шість тварин). Щури перебували 14 діб в умовах різних світлових режимів (12:00С: 12:00Т, LD), (00С:24:00T, DD), (24:00С:00Т, LL). Морфоденситометричний аналіз нейронів гіпоталамуса щурів проводили з використанням комп’ютерної системи цифрового аналізу зображення серії VIDAS-386 (Kontron Elektronik, Німеччина) у видимому спектрі. Кількісні параметри площі нейронів, їхніх ядер та ядерець, вмісту РНК у цитоплазмі клітин, їхніх ядрах і ядерцях отримували в напівавтоматичному режимі за допомогою ліцензованого програмного забезпечення.

Наукові дослідження виконані з дотриманням основних положень Закону України № 3447-IV «Про захист тварин від жорстокого поводження», Конвенції Ради Європи про охорону хребетних тварин, що використовують в експериментах та інших наукових цілях (від 18.03.1986 р.), Директиви Європейського Союзу 2010/63/EU та наказів МОЗ України № 690 від 23.09.2009 р., № 944 від 14.12.2009 р. і наказу МОН № 249 від 01.03.2012 р.. Протокол наукового дослідження затверджений Комісією з питань біомедичної етики БДМУ від 24.02.2019 року.

Статистична обробка результатів здійснювалася з використанням програмного забезпечення «STATISTICA» (StatSoft Inc., USA, Version 10). Порівняння кількісних показників з нормальним розподілом проведено за допомогою t-критерію Стьюдента, вірогідність відмінностей вважали статистично значущою при р<0,05.

Дослідження виконували в рамках затверджених тем науково-дослідних робіт кафедри медичної біології та генетики «Морфо­функціональне і біохімічне обґрунтування дисфункції нейросекреторних структур головного мозку й ендокринних залоз та гепаторенальної системи щурів при експериментальній патології, у віковому аспекті та шляхи її корекції» (державний реєстраційний номер 0119U101346, термін виконання 01.2019 р.–12.2023 р.) та «Морфо­функціональні перебудови структур нервової та ендокринної систем у різні періоди постнатального онтогенезу та біохімічні механізми метаболізму сигнальних молекул, стан оксидантної та антиоксидантної систем за умов експериментальних патологій і впливу глутатіону та мелатоніну (експери­ментальне дослідження)» (державний реєстраційний номер 0124U002513, термін виконання 01.2024 р.–12.2028 р.).

Результати та їх обговорення. За режиму освітлення LD виявлено добовий ритм морфофункціональної активності присередніх дрібноклітинних суб’ядер пришлуночкового ядра (пдсПЯ) гіпоталамуса з найбільшими показниками у денний період спостереження (14.00 год).

У щурів групи DD, яким проводили декапітацію о 14.00 год, площа соми нейрона становила 54,77±0,605 мкм2 і була вірогідно нижчою на 9,7% щодо такої в тварин LD. Водночас, площа його цитоплазми знаходилася у межах 28,91±0,427 мкм2 і була на 10,4% більшою відносно тварин групи LD. Нами відмічено вірогідне зменшення таких параметрів, як кон­центрації РНК в ядрі та ядерці досліджуваних структур (на 14,4 і 12,1% відповідно) о 14.00 год. Дослідження, проведені на зразках, відібраних о 02.00 год, виявили зростання площі тіла нейрона на 10,4% щодо контрольних величин, а також на 10,9% відносно тварин попереднього часового проміжку, які перебували за аналогічних умов експерименту. Не зважаючи на це, в ядрі виявлено вірогідно нижчу концентрацію РНК (на 31,8%), що викликано її зменшенням у ядерці (на 21,7%). Водночас встановлено вірогідне зменшення вмісту РНК і в  цитоплазмі, де її концентрація становила 0,10± 0,001 о.о.щ.

У щурів групи LL о 14.00 год вірогідних змін морфометричних параметрів пдсПЯ нами не виявлено. Щодо концентрації РНК у досліджуваних структурах нейрона, необхідно вказати на її вірогідне зростання тільки в ядерці нейросекреторної клітини, яка о 14.00 год становила 0,303±0,0023 о.о.щ. та на 2,5% була більшою за показники щурів, які перебували за стандартного фотоперіоду. О 02.00 год вірогідних відмінностей між площею нейрона та його структур щодо величин у тварин групи LD, не встановлено.  У цитоплазмі та ядрі нейросекреторних клітин пдсПЯ гіпоталамуса показник концентрації РНК не зазнавав істотних змін, водночас у ядерці вона була меншою на 2,8% щодо величин у щурів групи LD.

Висновки: 1. Морфоденситометричні параметри присередніх дрібноклітинних суб’ядер пришлуночкових ядер гіпоталамуса щурів зазнають коливань з найбільшими показниками у денний період спостереження. 2. За умов світлової депривації спостерігається порушення ритму функціональної активності досліджуваних нейронів гіпоталамуса та зміщення найбільших показників з денного на нічний період спостереження, що, ймовірно, викликане зростанням в цьому проміжку доби кількості в крові провідного епіфізарного  хронобіотика – мелатоніну, що як стрес-лімітувальний чинник пригнічує продукцію КРГ пдсПЯ гіпоталамуса. 3. Утримування тварин за умов тривалого освітлення (світловий стрес) не призводило до вірогідних змін досліджуваних морфоденситометричних параметрів порівняно з такими у щурів, які перебували за світлових режимів LD та DD. Це дає підстави зробити припущення про широкі межі пластичності пдсПЯ гіпоталамуса за таких умов експерименту.

Посилання

Alston M, Cain S W, Rajaratnam S M W. Advances of melatonin-based therapies in the treatment of disturbed sleep and mood. Handb Exp Pharmacol 2019; 253: 305-319. https://doi.org/10.1007/164_2018_139

Asefy Z, Khusro A, Mammadova S, Hoseinnejhad S, Eftekhari A, Alghamdi S, et al. Melatonin hormone as a therapeutic weapon against neurodegenerative diseases. Cell Mol Biol (Noisy-le-grand). 2021;67(3):99-106. DOI: https://doi.org/10.14715/cmb/2021.67.3.13

Beauchamp M T, Lundgren J D. A systematic review of bright light therapy for eating disorders. The Primary Care Companion for CNS Disorders 2016; 18: 26718. https://doi. org/10.4088/PCC.16r02008

Begemann K, Neumann A M, Oster H. Regulation and function of extra-SCN circadian oscillators in the brain. Acta Physiol (Oxf) 2020; 229: e13446. https://doi.org/10.1111/ apha.13446

Bulyk RY, Smetanyuk OV, Vlasova KV, Kryvchanska MI, Yosypenko VR, Voloshyn VL, et al. Morphohistochemical alterations of neurons of the supraoptic nucleus of the rat hypothalamus at different durations of the photoperiod and melatonin administration. J Med Life. 2021;14(6):810-5. DOI: https://doi.org/10.25122/jml-2021-0220

Cai ZJ. Hypothalamic aging and hormones. Vitam Horm. 2021;115:15-37. DOI: https://doi.org/10.1016/bs.vh.2020.12.002

Chen D, Zhang T, Lee TH. Cellular Mechanisms of Melatonin: Insight from Neurodegenerative Diseases. Biomolecules. 2020;10(8):1158. DOI: https://doi.org/10.3390/biom10081158

Drogovoz S M, Derymedvid’ L V, Seredyns’ka N M, Luk’yanchyuk V D, Shtroblya M V, Panfilova A L, et al. Circadian Rhythms: Physiological and Pathophysiological Aspects. 2024;54:175-81. Neurophysiology. DOI: https://doi.org/10.1007/s11062-024-09949-3

Gan L, Cookson MR, Petrucelli L, La Spada AR. Converging pathways in neurodegeneration, from genetics to mechanisms. Nat Neurosci. 2018;21(10):1300-9. DOI: https://doi.org/10.1038/s41593-018-0237-7

Grzęda E, Ziarniak K, Sliwowska JH. The paraventricular nucleus of the hypothalamus - the concertmaster of autonomic control. Focus on blood pressure regulation. Acta Neurobiol Exp (Wars). 2023;83(1):34-44. DOI: https://doi.org/10.55782/ane-2023-004

Gunata M, Parlakpinar H, Acet HA. Melatonin: A review of its potential functions and effects on neurological diseases. Rev Neurol (Paris). 2020;176(3):148-65. DOI: https://doi.org/10.1016/j.neurol.2019.07.025

Honma S. The mammalian circadian system: a hierarchical multi-oscillator structure for generating circadian rhythm. J Physiol Sci 2018; 68: 207-219. https://doi.org/10.1007/ s12576-018-0597-5

Kalsbeek A, Buijs RM. Organization of the neuroendocrine and autonomic hypothalamic paraventricular nucleus. Handb Clin Neurol 2021;180:45-63. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-820107-7.00004-5.

Kiessling S, Sollars PJ, Pickard GE. Light stimulates the mouse adrenal through a retinohypothalamic pathway independent of an effect on the clock in the suprachiasmatic nucleus. PLoS One. 2014;9(3):e92959. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.pone.0092959

Liu C, Tang X, Gong Z, Zeng W, Hou Q, Lu R. Circadian rhythm sleep disorders: genetics, mechanisms, and adverse effects on health. Front Genet 2022; 13: 875342. https://doi. org/10.3389/fgene.2022.875342

Ota S M, Kong X, Hut R, Suchecki D, Meerlo P. The impact of stress and stress hormones on endogenous clocks and circadian rhythms. Front Neuroendocrinol 2021; 63: 100931. https://doi.org/10.1016/j.yfrne.2021.100931

Pilorz V, Helfrich-Förster C, Oster H. The role of the circadian clock system in physiology. Pflugers Arch 2018; 470: 227-239. https://doi.org/10.1007/s00424-017-2103-y

Qin C, Li J, Tang K. The Paraventricular Nucleus of the Hypothalamus: Development, Function, and Human Diseases. Endocrinology. 2018;159(9):3458-3472. https://doi.org/10.1210/en.2018-00453.

Sasaki R, Asami T, Takaishi M, Nakamura R, Roppongi T, Yoshimi A, et al. Smaller hypothalamic subregion with paraventricular nucleus in patients with panic disorder. Brain Imaging Behav. 2024;18(4):701-9. DOI: https://doi.org/10.1007/s11682-023-00834-x

Stanford SC. Recent developments in research of melatonin and its potential therapeutic applications. Br J Pharmacol. 2018;175(16):3187-9. DOI: https://doi.org/10.1111/bph.14371

Tähkämö L, Partonen T, Pesonen AK. Systematic review of light exposure impact on human circadian rhythm. Chronobiol Int. 2019;36(2):151-70. DOI: https://doi.org/10.1080/07420528.2018.1527773

Tan DX, Xu B, Zhou X, Reiter RJ. Pineal Calcification, Melatonin Production, Aging, Associated Health Consequences and Rejuvenation of the Pineal Gland. Molecules. 2018;23(2):301. DOI: https://doi.org/10.3390/molecules23020301

Vasileva Z. Melatonin and Epilepsy. Folia Med (Plovdiv). 2021;63(6):827-33. DOI: https://doi.org/10.3897/folmed.63.e58637

Wu H, Dunnett S, Ho YS, Chang RC. The role of sleep deprivation and circadian rhythm disruption as risk factors of Alzheimer's disease. Front Neuroendocrinol. 2019;54:100764. DOI: https://doi.org/10.1016/j.yfrne.2019.100764

Yan M, Lv X, Zhang S, Song Z, Hu B, Qing X, Kou H, Chen S, Shao Z, Liu H. Alleviation of inflammation in paraventricular nucleus and sympathetic outflow by melatonin efficiently repairs endplate porosities and attenuates spinal hyperalgesia. Int Immunopharmacol. 2025;149:114213.https://doi.org/10.1016/j.intimp.2025.114213.

##submission.downloads##

Опубліковано

2025-07-16

Як цитувати

Федоряк, І., & Булик, Р. (2025). ЗМІНИ МОРФОДЕНСИТОМЕТРИЧНИХ ПОКАЗНИКІВ ПРИШЛУНОЧКОВОГО ЯДРА ГІПОТАЛАМУСА ЩУРІВ ЗА УМОВ СТРЕСУ РІЗНОЇ ТРИВАЛОСТІ. Неонатологія, хірургія та перинатальна медицина, 15(2(56), 163–168. https://doi.org/10.24061/2413-4260.XV.2.56.2025.22